6. 2. 4. 2定性

2.4.2.1原生动物、轮虫和无节幼体定性样品采集方法同浮游植物。 2.4.2.2枝角类和桡足类定性样品用13号浮游生物网在表层缓慢拖采集，过滤网和定性样品 应分开使用

3.1原生动物和轮虫定性样品，除留一瓶供活体观察不固定外，其余全部固定。固定方法同浮

3.2枝角类和桡足类定量、定性样品应用37%40%甲醛溶液固定沥青路面标准规范范本，用量为水样体积的5%。

DB22/I29632019

生动物和轮虫的计数可与浮游植物计数合用一 角类和桡足类通常用过滤法浓缩水样。

7. 2. 3定量采样

7.2.3.1螺、蚌等较大型底栖动物，用带网夹泥器采集。采得泥样后应将网口闭紧，放在水中涤荡， 清除网中泥沙，然后提出水面，捡出其中全部螺、蚌等底栖动物。 7.2.3.2水生昆虫、水栖寡毛类和小型软体动物，用采泥器采集。将采得的泥样全部倒入塑料桶或盆 内，经40目、60目分样筛筛洗后，捡出筛上可见的全部动物。如带回的样品不能及时分检，可置于低 温（4℃）保存。 7.2.3.3每个采样本采集2个平行样本

用三角拖网、手抄网等在沿岸带和亚沿岸带的不同生境中采集定性样品

7.3样品的固定和保存

DB22/T 29632019

7.3.1软体动物宜用75%乙醇溶液保存，4d5d后再换一次乙醇溶液，或用5%甲醛溶液固定，或去 内脏后保存空壳。 7.3.2水生昆虫可用5%乙醇溶液固定，5h～6h后移入75%乙醇溶液中保存。 7.3.3水栖寡毛类应先放入培养皿中，加少量清水，并缓缓滴加数滴75%乙醇溶液将虫体麻醉，待其 完全舒展伸直后，再用5%甲醛溶液固定，75%乙醇溶液保存。

7.4.1.1软体动物须鉴定到种

7.4.1.2水生昆虫（除摇蚊科幼虫）至少鉴定到科；

鉴定水生寡毛类和摇蚊科幼虫时，应制片在解镜或低倍显微镜下进行，用甘油做透明剂。如 型底栖动物保留制片，可将保存在75%乙醇溶液中的标本取出，用85%、90%、95%、100%乙醇进行 水处理，每15min更换1次，直至将标本水分脱尽，再移入二甲苯溶液中透明，然后将标本 玻片上，用树胶或Puris胶封片

每个采样点所采得的底栖动物应按不同种类准确地统计个体数。在标本已有损坏的情况下，只 部，不统计零散的腹部、附肢等，

8.2.1.1测量或估计各类大型水生植物带区的面积。 8.2.1.2选择密集区、一般区和稀疏区布设采样断面和点。 8.2.1.3采样断面应平行排列，亦可为“之”字形。 8.2.1.4采样断面的间距一般为50m～100m。 8.2.1.5采样断面上采样点的间距为100m～200m。 8.2.1.6没有大型水生植物分布的区域不设采样点。

8.2.1.1测量或估计各类大型水生植物带区的面积。

8.2.1.1测量或估计各类大型水生植物带区的面积。 8.2.1.2选择密集区、一般区和稀疏区布设采样断面和点。 8.2.1.3采样断面应平行排列，亦可为“之”字形。 8.2.1.4采样断面的间距一般为50m～100m。 8.2.1.5采样断面上采样点的间距为100m～200m。 8.2.1.6没有大型水生植物分布的区域不设采样点。

8. 2. 2 定量采样

水植物用1m采样方框采集。采集时，将方框内

DB22/T 29632019

8.2.2.2沉水植物、浮叶植物和漂浮植物，用采样面积为0.25㎡的水草定量夹采集，采集时，将水 草夹张开，插入水底，然后用力加紧，把方框内的全部植物连根带泥夹起，冲洗除去淤泥，将网内水草 洗净装入编有号码的水草袋内。 8.2.2.3除去污泥等杂质，装入样品袋内，沉水植物可放入盛水的容器中。 8.2.2.4每个采样点采集两个平行样品。

8.2.3.1挺水植物用手采集。【 8.2.3.2浮叶植物和沉水植物用水草采集粑采集。 8.2.3.3漂浮植物直接用手或带柄手抄网采集。 8.2.3.4样品宜在开花和（或）果实发育的生长高峰季节采集，采集的样品应完整（包括根、茎、叶、 花、果）

性样品新鲜时进行鉴定。所有标本应鉴定到种

A.1浮游植物调查器具

DB22/T29632019

水深小于10m的水体可用玻璃瓶采水器，深水应用颠倒式采水器或有机玻璃采水器，规本

A. 1.2浮游生物网

A.1.2.113号生物网

圆锥形，孔径0.112mm，筛绢缝制成

圆锥形，孔径0.112mm，筛绢缝制成。

A.1.2.225号生物网

圆锥形，孔径0.064mm，筛绢缝制成

1000mL圆筒形玻璃沉淀器或1000mL分液漏

A. 1. 6 乳胶管或U形玻璃管

A. 1. 7 洗耳球

A. 1. 8 刻度吸管

0. 1 mL、1. 0 mLe

0.1mL（10行×10行，共100格）

DB22/T 29632019

DB22/T 29632019

A. 1. 11显微镜

A.2浮游动物调查器具

采水器（1000mL，5000mL），13号浮游生物网（孔径0.112mm），水样瓶（1000mL，带 mL或50mL)。

沉淀器（1000mL），刻度吸管（1.0mL，5.0mL），计数框（0.1mL，1.0mL，5.0mL 镜，解剖镜，盖玻片

A.3底栖动物调查器具

A. 3. 1 采样工具

带网夹泥器（开口面积1／6m），三角拖网（开口面积1／6㎡），改良彼得生采泥器（开口 面积1／16m或1/20m），手抄网，普通温度计，深水温度计，酸度计，40目（孔径0.635mm） 60目（孔径0.423mm）的分样筛，塑料桶或盆，塑料袋，样品瓶（30mL～50mL，250mL广口瓶）， 培养皿，白色解剖盘，吸管，小镊子，解剖针等。

解镜，显微镜，载玻片，盖玻片等。

盘天平，扭力天平，盘称，电子天平（精度0.0

A.4水生生物调查器具

刀片或硬刷，大镊子，小镊子，30mL～50mL玻璃或聚乙烯瓶，显微镜，解剖镜，载玻片，装样用 塑胶桶等。

A.5水生植物调查器具

A. 5. 1采样工具

A.5.1.1水草定量夹

口面积0.25m，网袋长95cm，网孔3.3cm×3

A.5.1.2采样方框

DB22/T29632019

1m（边长1m）和0.25m（边长0.5m）

DB22/T 29632019

本标公 附录B （规范性附录） 根据透明度确定水样浓缩体积

（规范性附录） 根据透明度确定水样浓缩体积 表B. 根据透明度确定水样浓缩后的体积

表B.1根据透明度确定水样浓缩后的体积

DB22/T29632019

计数前需先核准浓缩沉淀后定量瓶中水样的实际体积，可加纯水使其成30mL、50mL、100mL等整 量。然后将定量样品充分摇匀，迅速吸出0.1mL置于0.1mL计数框内（面积20mm×20mm）。盖上盖玻 寸后，在高倍镜下选择3行～5行逐行计数，数量少时可全片计数， 1L水样中的浮游植物个数（密度）可用下列公式计算：

N一一1L水样中浮游生物的数量，个/L N一一计数框总格数； N—一计数过的方格数； V一一1L水样经浓缩后的体积，mL； V一计数框容积，mL； 数 Pn一一计数的浮游植物个数。

A一一1L水样中浮游生物的数量， L N一一计数框总格数； N一一计数过的方格数; V一一1L水样经浓缩后的体积，mL； V一一计数框容积，mL； Pn—一计数的浮游植物个数

首先应用台微尺测量所用显微镜在一定放大倍数下的视野直径，计算出面积。计数的视野应均匀分 布在计数框内，每片计数视野数可按浮游植物的多少而酌情增减，一般为50个～300个，依浮游植物 数确定计算视野数见表B.1。

浮游植物数确定计算视野数

1L水样中浮游植物的个数（密度）可用下列公式计算：

1L水样中浮游植物的个数（密度）可用下列公式计算：

DB22/T 29632019

首先应用台微尺测量所用显微镜在 定放大借数 布在计数框内，每片计数视野数可按浮游植物的多少而酌情增减，一般为50个～300个，依浮游植物 数确定计算视野数见表C.1。

表C.1浮游植物数确定计算视野数

1L水样中浮游植物的个数（密度）可用下列公式计算：

部使用 N一一1L水样中浮游生物的数量，个/L； 不得翻印 C一一计算框面积，mm F一一视野面积，mm F一一每片计数过的视野数； V一一1L水样经浓缩后的体积，mL； V一一计数框容积，mL； P一一计数的浮游植物个数。

DB22/T29632019

采样前，先用塞氏盘测量水体的透明度，再按照透明度的0、0.5、1、2、3、4倍分层测定水下光 照强度，然后分层采集水样，挂到相应层次培养。将导管插到样品瓶底部，灌满瓶并溢出2～3倍体积 的水，以保证所有样品瓶中的溶解氧与所采水样的溶解氧完全一致。灌瓶完毕，将瓶盖塞好，立即对其 中一个玻瓶进行溶解氧的固定，这个瓶就代表初始瓶，另外2个玻瓶，做黑白瓶用，挂在原采水处曦 光24h。曝光结束后对黑白瓶进行溶解氧的固定。

曝光结束，取出黑白瓶，立即加入 、MnSO4与碱性碘化钾进行溶解氧固定，固定摇匀后放入黑暗处带 回室内分析。如果白瓶内产生大的气泡，应将玻瓶微微倾斜，将气泡置于瓶肩处，小心打开瓶塞加入固 定试剂，盖好瓶塞摇匀。注意玻瓶要加好封口水

DB22/T 29632019

DB22/T29632019

E3底栖动物调查表 采样日期：

E.4大型水生动物调查表

E4/大型水生植物调查表

DB22/T 29632019

吸出0.1mL样品，置于0.1mL计数框内，盖上盖玻片，在10×20倍显微镜下全片计数。每瓶样 品计数两片，取其平均值

吸出1mL样品，置于1mL计数框内，在10×10倍显微镜下全片计数。每瓶样品计数两片，取其 平均值。

用5mL计数框将样品分若干次全部计数。如样品中个体数量太多，可将样品稀释50mL或 每瓶样品计数两片，取其平均值

如样品中个体数量不多，则和枝角类、桡足类一样全部计数；如数量很多，可把过滤样品稀释， 匀后取其中部分计数，计数3片～5片取其平均值。也可在轮虫样品中同轮虫一起计数， 计算公式

单位体积浮游动物的数量按下式计算

内部使用 式中： N一一1L水样中浮游动物的数量，个/L； V一采样的体积，L； V一一样品浓缩后的体积，mL； 不个 V一一计数样品体积，mL； n一一计数所获得的个体数，个。

式中： N一一1L水样中浮游动物的数量，个/L； V一一采样的体积，L； V一一样品浓缩后的体积纺织标准，mL； V一一计数样品体积，mL； 一一计数所获得的个体数，个。

F.6.1计数前，充分摇匀样品，吸出迅速、准确。盖上盖玻片后，计数框内无气泡，无水样溢出。 F.6.2每瓶样品计数两片取其平均值，每片结果与平均数之差不大于土15%，否则必须计数第三片， 直至三片平均数与相近两数之差不超过均数的15%为止，这两个相近值的平均数即可视为计算结果。 F.6.3浮游植物计数单位用细胞个数表示。对不易用细胞数表示的群体或丝状体，可求出平均细胞数， 浮游动物计数单位用个数表示。 F.6.4某些个体一部分在视野中，另一部分在视野外，这时可规定只计数上半部分或只计数下半部分。

DB22/T29632019

本标 附录G （规范性附录） 高等植物标本制作

附录G （规范性附录） 高等植物标本制作

.1.1在采集到的定性样品中，选择较完整的植物体，剪除枯枝叶及多余部分，用平头镊子将枝、叶、 花各部分展开，整齐自然地置于吸水纸上。如果叶有明显的背腹差异，应把部分叶片翻转使其背面向上。 枝条较长者要适当折转后铺放。有些粗厚的果实或地下茎，可开压放或摘除后另行处理。个体较大的 直物，可选择具有分类特性的部位进行压制。对枝叶纤细、质地柔软的植物，应将单株植物体放入水中， 整形后依其自然形态用玻璃板或白铁板轻轻托出水面，滴去积水放吸水纸上。 G.1.2在标本上面盖一层纱布和2层～3层吸水纸，最后将若干夹有标本的吸水纸叠放一起，置标 本夹（上下两片木制夹板）中，用绳捆紧加速定形和吸水。前3天应每天换纸和纱布2次，其后每天 1次，约一周后可完全干燥。干燥成形的标本取出后，夹在干纸中间或用纸条粘在卡片纸上。

G.2.1质地柔软的水生植物（如丝状藻），不宜制成蜡叶标本，则用浸制液浸泡。浸制时间视叶色变化 而定，一般几天后叶片由绿变褐，再由褐变绿时将标本取出，置5%甲醛溶液或70%的乙醇溶液中保存。 如标本过分柔软，可用线将其缚于玻璃棒或玻璃板上。 G.2.2制成的标本要及时贴上标签，注明采集日期、地点、采集者，并留下名称和分类地位栏待鉴定 后填写。

金融标准DB22/T 29632019